采血指引
2008年9月批准；2014年1月修订，2019年1月修订，2019年2月批准，2021年11月修订
在任何单次抽取或累计超过14天的时间内，所有无补充液体的非终末采血不得超过健康动物循环血液总量的10%。平均而言，总循环血容量相当于动物体重的5.5% - 7.0% （~66 ml/kg）。如果需要更大的量，那么如果在抽血时给予替代液体，则可抽取循环血总量的15%。在有特定物种文献的情况下，可将其作为增加或增加数量的科学依据。在IACUC方案中，15%的总血容量的移除必须是合理的，并得到IACUC的批准。
例：一只4公斤重的兔子的总血容量为264毫升（66毫升/公斤× 4.0公斤）。因此，在不给予补充液体的情况下可收集26毫升（264毫升的10%），如果在14天内给予补充液体，可收集40毫升（264毫升的15%）。
血液采集的限制保护了动物的健康状态，并维持了基于血液样本的实验结果的有效性。所提供的指导方针适用于健康、正常的成年动物。年幼、年老、压力大、经历过实验操作或患有心脏或呼吸系统疾病的动物可能无法忍受如此大量的失血。
啮齿动物血液样本量指南
体重范围内的近似血液样本量
| 体重(g) | cb v * (ml)都未 | 1% CBV （ml） 每24小时† |
7.5% CBV （ml） 每7天† |
10% CBV （ml） 每14天† |
| 20 | 1.10 – 1.40 | 0.011 - 0.014 | 0.082 - 0.105 | 。11 -。14 |
| 25 | 1.37 – 1.75 | 0.014 - 0.018 | 0.10 - 0.13 | 。14 -。18 |
| 30 | 1.65 – 2.10 | 0.017 - 0.021 | 。12 -。16 | 。17 -。21 |
| 35 | 1.93 – 2.45 | 0.019 - 0.025 | 。14 -。18 | 。19 -。25 |
| 40 | 2.20 – 2.80 | 0.022 - 0.028 | 。16 -。21 | 。22 -。28 |
| 125 | 6.88 – 8.75 | 0.069 - 0.088 | 。52 -。66 | 。69 -。88 |
| 150 | 8.25 – 10.50 | 0.082 - 0.105 | 。62 -。79 | .82 – 1.0 |
| 200 | 11点到14点 | 。11 -。14 | 0.82 - 1.05 | 1.1 – 1.4 |
| 250 | 13.75 – 17.50 | 。14 -。18 | 1.0 – 1.3 | 1.4 – 1.8 |
| 300 | 16.50 – 21.00 | 。17 -。21 | 1.2 – 1.6 | 1.7 – 2.1 |
| 350 | 19.25 – 24.50 | 。19 -。25 | 1.4 – 1.8 | 1.9 – 2.5 |
*循环血容量
†该采样频率的最大采样体积
其他实验室物种血样本量为100
| 物种 | 参考重量(g) | 血容量（ml/kg） | 正常成人总血容量（TBV） （ml） | 10% TBV （ml） |
| 仓鼠 | 85 - 150 | 78 | 6.3 - 9.7 女性7.1 - 11.2 |
男性0.6 - 0.9 女性0.7 - 1.1 |
| 兔子 | 1000 – 6000 | 57 – 65 | 58.5 – 585 | 5 – 50 |
| 额定马力(猴) | - - - - - - | 55 – 80 | 男性420 - 770 女性280 - 630 |
男性42 - 77 女性28 - 63 |
| 额定马力(猕猴) | - - - - - - | 50 – 96 | 男性280 - 560 女性140 - 420 |
男性28 - 56岁 女性14 - 42岁 |
部分实验动物正常堆积细胞体积（PCV） （%）
| 鼠标 | 39-49 |
| 老鼠 | 36-54 |
| 仓鼠 | 39-59 [5] |
| 钦奇利亚 | 30-55 [6] |
| 兔子 | 31-50 [7] |
| 恒河 | 26-48 [8] |
| 猕猴 | 31-57 [9] |
| 非洲绿猴 | 33-54 ［10］ |
监控
如果动物常规出血，应经常（如每周）检查堆积细胞体积（PCV），以确定是否应因贫血而暂停采血。而健康的成年动物可在24小时内恢复其血容量。其他血液成分（红细胞、蛋白质、凝血因子）的替换可能需要2周时间。
通过监测动物的红细胞压积（Hct或PCV）和/或血红蛋白。有可能评估动物是否从单次或多次抽血中充分恢复。突然到急性失血后，红细胞压积或血红蛋白需要24小时来反映这种损失。对于许多实验室物种，PCV <35%或血红蛋白浓度<10g/dL将表明采血不安全。
小鼠和大鼠的采血部位
以下是最常用的存活采样点：a)眶后静脉，b)面部静脉，c)隐静脉，d)尾静脉，e)颈静脉。通过心脏穿刺抽血被认为是一个终末程序，只有在动物处于全身麻醉状态时才应该进行。
指导选择采血地点或方法的信息：
面部静脉
小鼠上颌面静脉采血是一种安全、快速的技术。它需要短暂的克制，可以很容易地从一只健康的成年老鼠身上获得大约200ul的血液。血管位于皮肤下方，紧挨着下颌角的面部触须（胡须）的尾端。通过面部两侧交替进行重复采样是可能的。所需材料包括为此目的制造的20或22克皮下注射针或柳叶刀，采血管和无菌纱布。在执行此程序之前，必须进行培训。
侧尾静脉或腹尾动脉
- 可用于大鼠和小鼠的血管插管，或通过表面划伤血管垂直于尾巴。
- 在这两个物种中，通过划伤血管的方法收集样本很容易，但产生的样本质量参差不齐，可能被组织和皮肤产品污染。
- 可以重复收集。如果需要进行一系列测试（如葡萄糖测量等），尾静脉有切口时，可以轻轻去除血块/结痂以重复进行小样本测试。
- 尾动脉取样的体积更大，但需要麻醉动物并使其背部平躺。当动脉被切开时，良好的止血也是必需的。
隐静脉（内侧或外侧入路）
可用于大鼠、小鼠和其他啮齿类动物，通过用针或针/收集管组合刺穿隐静脉。
颈静脉取样（大鼠、仓鼠、大型啮齿动物）
- 获得的血容量：中等到大。
- 高质量的样品。
- 颈静脉取样可以在没有麻醉的情况下进行，尽管麻醉的使用大大简化了这一过程。
- 不容易使自己重复串行采样。
眶后窦/神经丛取样
- 眶后取样可用于小鼠、大鼠和仓鼠（尽管通常不是大鼠的选择方法），方法是用玻璃毛细管或巴斯德移液管穿透小鼠的眶后窦或大鼠和仓鼠的神经丛。
- 从同一眼眶重复取样可能很困难（建议两次出血间隔10天至2周）。
克制
动物需要在身体上受到约束，以防止任何可能导致撕裂血管或其他潜在严重并发症的运动。只要操作该程序的人员熟练，可以从被适当约束的清醒动物身上采集血液。
麻醉
如果通过眶后窦或心脏穿刺进行采血，则需要麻醉，因为这些途径可能引起痛苦和严重并发症（眼睛损伤、心脏填塞和死亡）。对于需要麻醉的生存手术，建议使用异氟醚，因为它是短效的，可以在几分钟内将啮齿动物放回笼子里。心脏穿刺只有在动物处于外科（深度）麻醉平面后才允许作为终末手术。
其他实验室物种的常见采血点
| 物种 | 收集地点及许可条件 |
| 仓鼠 | 隐静脉，舌下静脉，眶后静脉，龈静脉，颈静脉，颅腔静脉 |
| 钦奇利亚 | 上矢状或横窦，颈静脉，颅腔静脉，隐静脉 |
| 兔子 | 心脏（仅在麻醉下作为终末手术），颈静脉，耳缘静脉（仅用于小容量），耳动脉（需要良好的止血），头静脉，隐静脉 |
| 非人灵长类动物 | 股静脉，头静脉，隐静脉 |
流体替换
推荐使用乳酸林格氏液（LRS）作为最佳的补液。小鼠给予1毫升加热的LRS IP或SC。大鼠给予5 -10毫升加热的LRS½通过IP和½通过SC给药。对于较大的品种，在兽医的建议下或根据澳门威尼斯人注册网站研究方案，可给予SC或IV替代液体（等渗晶体如LRS或0.9%生理盐水）。请注意，磷酸盐缓冲盐水（PBS）在用于大鼠腹膜灌洗时显示出轻度炎症，除非科学证明，否则不应用于液体替代
营养补充
当抽取的量较大时，特别是在重复取样时，建议啮齿动物接受营养或饮食凝胶作为膳食补充剂。对于大鼠和小鼠来说，这可以很容易地通过在一些颗粒上涂抹营养或在笼子地板上放置一个打开的饮食凝胶容器来完成。较大的非啮齿类动物也可以提供易于消化和吸引人的食物补充。
培训
任何物种、任何途径的采血都需要训练。请联系BU ASC安排培训。
[1]霍布斯,t·R。蓝色,S W。公园,b。,Greisel, J·J。,康涅狄格州,p . M。&加索尔f . k .(2015)。成年恒河猴血容量的测定。美国实验动物科学协会杂志：动物学报，54(6),687-693。
[2] Adams, c.r., Halliday, l.c., Nunamaker, e.a., and Fortman, j.d.（2014）。雄性和雌性食蟹猕猴每周采血的效果。美国实验动物学会杂志：动物学报，53(1),81-88。
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[4] NC3Rs。血样量。改编自沃尔芬森和劳埃德，2003年，实验动物管理和福利手册，第三版。https://www.nc3rs.org.uk/blood-sample-volumes。2021年11月17日发布。
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[12] https://www.advancesinpd.com/adv01/09Wieczorowska.htm